Методы заражения лабороторных животных

Содержание

1. Способы заражения…………………………………………………..3
2. Подготовка животных к заражению………………………………...9
3. Определение пола……………………………………………………12
4. Подготовка материала и инструментов для заражения…………..13
5. Подготовка шприцов к заражению………………………………...14
6. Фиксация лабораторных животных………………………………..16
7. Наркоз лабораторных животных…………………………………..19

Способы заражения

       В зависимости от цели исследования пользуются различными способами заражения: внутрикожным, подкожным, внутримышечным, внутрибрюшинным, внутривенным, пероральным или интраназальным. При перечисленных способах, за исключением перорального и интраназального, заражение осуществляется с помощью шприца.

       Взвесь микробной культуры, эмульсию из зараженных органов или кровь больного осторожно набирают в шприц, после чего конец иглы закрывают кусочком ваты, смоченным 5% раствором хлорамина, 5% раствором карболовой кислоты или спиртом. Повернув шприц иглой кверху, осторожно выпускают из него пузырьки воздуха. Загрязненную вату бросают в банку с дезинфицирующим раствором.

        Наркоз лабораторных животных: Для наркоза чаще всего применяют эфир или хлороформ. Эфиром чаще всего пользуются для наркоза мышей, крыс, морских свинок, кроликов и собак. Кошек обычно наркотизируют хлороформом, но можно пользоваться для этой цели смесью спирта с хлороформом и эфиром (в равных объемах). Применяют также 10% раствор уретана под кожу в дозах: для мышей—0,15 мл, для крыс—2-3 мл, для морских свинок—1,5-3 мл и для кроликов—8-12 мл. Наркоз наступает обычно через 45—60 минут.

      Внутрикожный метод: При этом способе применяют тонкие острые иглы с небольшим скосом. После тщательного выстригания или бритья место инъекции протирают спиртом, захватывают пальцами левой руки кожную складку, в которую и вводят, почти параллельно складке, очень тонкую иглу. При попадании в кожу материал поступает только при довольно сильном надавливании на поршень шприца и образует на месте инъекции возвышение эпидермиса в виде пузырька (горошины). Если такого пузырька не образовалось, значит, введенный материал попал не в толщу кожи, а в подкожную клетчатку. Материал внутрикожно вводят в небольших количествах (0,1— 0,2 мл). Иногда исследуемый материал втирают в неповрежденную или скарифицированную кожу, соответствующий участок которой предварительно освобождают от шерсти, обрабатывают спиртом и хорошо высушивают. Скарификацию кожи производят скальпелем, оспенным пером или хирургической иглой путем нанесения насечек, царапин. Материал (1—2 капли) втирают стеклянной палочкой или шпателем в недоступных слизыванию местах.

       Подкожный способ заражения: Кожу в месте введения материала берут у ее основания, приподнимают I и II пальцами левой руки. Иглу шприца вкалывают снизу образовавшейся складки. Проколов кожу и пройдя вглубь на несколько миллиметров, иглу отклоняют вправо или влево и затем медленно вводят материал, содержащийся в шприце. Изменять направление иглы под кожей рекомендуется для того, чтобы введенное вещество не выступало через прокол кожи наружу. Затем складку кожи опускают, на место укола накладывают ватный тампон, смоченный спиртом или спиртовым раствором, а иглу быстро вынимают. Наиболее удобными местами для подкожного введения материала у кроликов и морских свинок являются область спины и боковые поверхности несколько ниже подмышечных впадин, у крыс и мышей-область спины, крестца и затылка. Количество жидкости, вводимой подкожно, не должно превышать 30 мл для кроликов, 15 мл — для морских свинок, 10 мл - для крыс и 1 мл - для мышей.

        Внутримышечный способ заражения: Выбирают участок тела с наиболее развитым мышечным слоем. У кроликов, морских свинок, крыс и мышей таким местом является наружная верхняя треть бедра задней лапы. Захватывают I и II пальцами левой руки толстую мышечную складку и вводят иглу почти под прямым углом вглубь мышц. Объем жидкости, допустимый для внутримышечного введения, составляет для кроликов -8 мл, для морских свинок-5 мл, для крыс-3 мл, для мышей-0,5 мл.

        Внутрибрюшинный способ заражения: Помощник держит животное вниз головой. В этом положении кишечник смещается в сторону диафрагмы, что в значительной мере уменьшает возможность его повреждения в момент прокола. У животных (за исключением мышей) в нижней трети живота, несколько отступя от средней линии, делают скальпелем или остроконечными ножницами надсечку кожи длиной 2—3 мм и через нее вводят притупленную иглу, держа шприц перпендикулярно к брюшной стенке. Преодолевая сопротивление, очень осторожно, буравящими движениями иглу продвигают вглубь. Чувство «провала», исчезновение ощущения сопротивления на пути говорят о проникновении иглы в брюшную полость. После этого иглу переводят в вертикальное положение и вводят содержащийся в шприце материал в полость брюшины. Внутрибрюшинно можно вводить до 30 мл жидкости кроликам, до 10 мл-морским свинкам, до 5 мл-крысам, до 2 мл - мышам.

    Внутривенное заражение кроликов: Кроликов заражают в краевую вену уха. Вдоль наружного края уха выщипывают шерсть, затем это место слегка пощелкивают кончиками пальцев, чтобы вызвать гиперемию сосудов, и протирают ватой, смоченной в 70% спирте или ксилолом. Но многократное применение ксилола не рекомендуется ввиду сильного раздражения кожи. После обработки кожи ксилолом его необходимо снять с поверхности. После явного набухания вены под ухо подводят II палец левой руки. Прокол вены следует делать ближе к верхушке уха, так как при частых уколах возможна облитерация сосуда в этом месте, но проксимальный участок вены остается неповрежденным. Чтобы удостовериться, правильно ли введена игла, вводят сначала небольшое количество материала. При нахождении иглы в полости вены материал вводится свободно, в противном же случае жидкость из шприца вытекает с трудом, а на ухе в месте введения образуется вздутие. Если игла не попала в вену, ее вынимают и вводят повторно в другое место, ближе к основанию уха. По окончании введения нижний участок вены слегка придавливают, а к месту укола прикладывают кусочек стерильной ваты, смоченной спиртом или спиртовым раствором йода, после чего из вены извлекают иглу. Внутривенно кроликам можно вводить до 20 мл жидкости.

         Внутривенное заражение крыс и мышей: Крыс и мышей заражают в боковую вену хвоста. Непосредственно перед введением материала хвост животного, чтобы вызвать гиперемию сосудов, погружают в сосуд с водой, подогретой до 50°С, смазывают ксилолом или толуолом. После того как сосуды заметно набухают, корень хвоста сдавливают пальцами. Для введения материала лучше всего пользоваться туберкулиновыми иглами, очень тонкими и короткими, с косым срезом. При введении иглы в вену шприц держат под острым углом, почти параллельно оси хвоста. Иглу повертывают отверстием наружу. Корень хвоста освобождают от сдавливания. Как и в предыдущем случае, нахождение иглы в вене определяют по легкости введения материала и отсутствию заметного уплотнения в месте, где находится игла. Взрослым белым крысам допускается вводить до 6 мл жидкости, мы­шам—до 0,5 мл.

       Заражение через пищеварительный тракт: Заразить животное через рот можно двумя способами. Материал, предназначенный для заражения, примешивают к корму или питью животного. Такой способ является наиболее простым и естественным, однако, в лабораторной практике применение его ограничено, поскольку количество материала, попадающее в организм заражаемого животного, не подлежит точному учету. Поэтому значительно чаще материал, предназначенный для заражения, вводят животному шприцем, игла которого имеет незначительный изгиб и утолщение на конце в виде оливы. Наличие изгиба допускает введение иглы в пищевод животного. Диаметр иглы для мышей должен быть не более 1 мм, для крыс-1,5 мм, длина, соответственно, 35-45 и 70-75 мм. Животным открывают рот браншами пинцета, вставляя их между нижней и верхней челюстями. Иглу, введенную в рот, продвигают по задней стенке глотки на глубину 1 см у мышей и 2-2,5 см у крыс. На указанной глубине игле придают вертикальное положение. Процесс введения иглы, как правило, затруднений не представляет, конец ее проникает непосредственно в желудок или нижний отдел пищевода. Количество материала, вводимого за один раз в желудок мышей, должно быть не более 1 мл, взрослым крысам-не более 3,5 мл. При пероральном введении жидкостей мелким лабораторным удобнее пользоваться полихлорвиниловой трубкой, представляющей собой наружную оболочку одного провода многожильного телефонного кабеля, из которого удален проводник. Длина трубки 15-17 см, наружный диаметр 1-1,5 мм, такой эластический зонд при незначительном усилии легко проникает из полости рта в пищевод и желудок животного, не требуя строгого ограничения глубины введения, так как даже при излишне глубоком введении стенки желудка не повреждаются. Вводимая жидкость дозируется с помощью шприца, на сосок которого надевают эластический зонд, внутренний просвет которого 0,5-0,7 мм. Заразный материал вводят через эластический зонд. Для этой цели обычно выбирают катетер из наиболее мягкой и эластичной резины длиной 7,5-8 см и толщиной не более 0,3-0,5 см. Перед введением зонда в рот животному вставляют роторасширитель или, как его называют, «зевник», который представляет собой дощечку с круглым отверстием в середине. Ширина дощечки для кролика равна 2 см, для морской свинки -1 см. Через отверстие вставленного в рот «зевника» осторожно вводят в пищевод зонд, смазанный вазелином или глицерином. Для того чтобы облегчить введение зонда, животному вливают пипеткой в рот несколько капель воды, вызывая глотательные движения, во время которых зонд легко, без внешнего воздействия продвигается в глубь пищевода. Наружный конец введенного зонда присоединяют к шприцу, наполненному материалом, который вводят в желудок медленно в количестве 2,5-3,5 мл морским свинкам и 3,5-5 мл кроликам.

        Заражение через дыхательные пути (интраназальное заражение): Животному, фиксированному на доске, прикладывают к носу кусочек ваты, смоченной эфиром или хлороформом. К заражению приступают после того, как у животного появится состояние легкого наркоза. Зараженный материал с помощью шприца вводят в нос небольшими каплями на глубину 1-1,5 мм мышам, 2-3 мм крысам, 4 мм кроликам и морским свинкам. Чтобы не поранить слизистые оболочки, для введения материала берут абсолютно тупую иглу.

         Заражение в переднюю камеру глаза (интраокулярный метод): Производится обычно у кроликов под местной анестезией глаза. Затем фиксируют глазное яблоко путем захватывания складки конъюнктивы (кнаружи от верхнего края роговицы) глазным пинцетом. После этого тонкой иглой, смоченной исследуемым материалом, протыкают роговицу у лимба в очень косом направлении и проникают в переднюю камеру глаза на глубину не менее 1 мм. Иглу тот час же вынимают, а ранка закрывается сама по себе. При правильном введении иглы вытекания влаги из передней камеры быть не должно. Можно также после прокола роговицы продвинуть иглу в центральном направлении до тех пор, пока из просвета иглы не покажется жидкость. Выпустив несколько капель влаги передней камеры глаза, иглу соединяют со шприцем и вводят исследуемый материал (не более 0,05 мл).

        Внутримозговой метод (интрацеребральный): Применяется чаще у кроликов, крыс и мышей. Инъекция производится прямой иглой через твердую мозговую оболочку непосредственно в толщу мозгового вещества. Доза вводимого материала 0,2-0,3 мл. При отсутствии инструментов для трепанации можно произвести заражение в мозг путем прокола черепа через кожу, иглой шприца, несколько сбоку от средней линии в области затылочного бугра. Применяют также после разреза кожи прокол черепа острой канцелярской кнопкой с последующим введением в отверстие иглы шприца. Техника следующая: оператор пригибает к столу левой рукой голову фиксированного помощником животного, а правой производит укол короткой (4-5 мл длины) иглой в заранее прощупанную борозду. Направление при проколе должно быть несколько наклонное к средней линии, а не­вертикальное (опасность попадания в глазницу). Место укола предварительно выстригают и обрабатывают йодной настойкой. После прокола черепное отверстие закрывают кожей. Способ очень удобный и быстрый, животные переносят операцию без наркоза. У белых мышей и крыс техника внутримозгового введения следующие: животное фиксируют в левой руке, кожу головы оттягивают большим и указательным пальцами к затылку, а мизинцем и безымянным удерживают хвост. Прокол производят через кожу в область темени, латеральне средней линии; место укола предварительно обрабатывают настойкой йода. Материал вводят медленно, во избежание резкого повышения внутричерепного давления.

    Внутриплевральный метод: Укол производят с правой стороны в межреберное пространство короткой, тупой иглой.

Использование лабораторных животных для биопробы при некоторых  вирусных и бактериальных болезнях

Подготовка животных к  заражению

       Перед опытом животное клеймят, взвешивают, определяют, если нужно, его пол, возраст и измеряют температуру тела.

       Перед  клеймением татуировочными щипцами  ухо внутренней стороны протирают  спиртом, накалывают щипцами соответствующий  номер, а затем место прокола  втирают тушь или спиртовой  раствор копоти. В крайних случаях,  при острых опытах, можно метить  животных путем выстригания шерсти  на различных участках тела

      Клеймение кроликов и морских свинок производят при помощи готовых металлических бирок с номерами или наложением тавра татуировочными щипцами.

        Металлические номерки имеют заостренные концы, которыми и прокалывают ушную раковину животных с внутренней стороны; на выпуклой стороне уха концы номерков загибаются. Номерки можно приготовить своими силами из нарезанных кусочков мягкой жести.

     Номер надписывают жидкостью, состоящей из смеси 5 частей насыщенного раствора медного купороса и 1 части крепкой соляной кислоты. Пишут на металле заостренной палочкой и тотчас же надпись высушивают фильтровальной бумагой.

          Мышей и крыс метят надрезом ушей или же окрашиванием различных частей тела животного насыщенным раствором пикриновой кислоты или 0,5% спиртовыми растворами анилиновых красок. Этих лабораторных животных можно нумеровать непосредственно во время опыта, пользуясь для этой цели красками, дающими стойкое окрашивание, например насыщенным спиртовым раствором фуксина, насыщенным водным или спиртовым раствором пикриновой кислоты или насыщенным водным раствором перманганата калия. У подопытных животных окрашивают разные части тела. Одной краской, как правило, метят первые 9 номеров. Сочетание двух различных красок позволяет пометить до 100 животных.

        Ниже в качестве примера приводится одна из схем нумерации. Метки пикриновой кислоты соответствуют единицам, метки фуксином обозначают десятки. Окрашенные таким образом животные в зависимости от места расположения пятна и его окраски будут иметь следующие условные номера:

левая передняя лапа—No1, левый  бок—No2, левая задняя лапа—No3, голова—No4, спина—No5, область крестца—No6, правая передняя лапа—No7, правый бок—No8, правая задняя лапа—No9. Нанесение фуксина на те же места (вместо пикриновой кислоты) будет означать соответственно: 10, 20, 30, 40, 50, 60, 70, 80, 90.

     При комбинации двух красок может быть получен любой двузначный номер, например: лапа левая передняя (фуксин) + лапа левая передняя (пикриновая кислота)—No11, лапа правая задняя (фуксин) + лапа левая задняя (пикриновая кислота)—No93.

  У птиц металлические номера (браслеты) надевают на одну из ножек.

     Взвешивание животных производят, смотря по их величине, или в ящике на обычных столовых весах (Беранже), или на весах для взвешивания новорожденных детей (по Метелкину). Мелких животных, например, мышей, взвешивают на ручных (аптекарских) весах с роговыми чашками.

Определение пола

Общие признаки: самцы крупнее  самок по величине и грубее по конституции; передняя часть туловища самцов развита  сильнее задней.

     Для определения пола у кроликов захватывают их левой рукой за кожу в области шеи вместе с ушами, а другой рукой, оттянув хвост, натягивают свободными пальцами кожу у полового отверстия: у самок обнаруживается щель, сужающаяся к спине, а у самцов открывается круглое отверстие с выступающим из него половым членом. Таким же образом определяют пол у морских свинок. У самцов мышей и крыс расстояние между заднепроходным отверстием и половым значительно длиннее, чем у самок; кроме того, у последних хорошо заметны грудные соски.

    Определение возраста у лабораторных животных при отсутствии соответствующих записей довольно трудно. У старых животных редкий, без глянца шерстный покров, длинные когти, тусклый взгляд и темный налет на зубах. Приблизительное определение возраста у нормально упитанных, здоровых животных возможно по их живому весу.

     Измерение температуры тела у лабораторных животных производится обычным максимальным термометром перед постановкой опыта, а иногда и во время нахождения животного под опытом. Колебания нормальной температуры тела у животных зависят от многих причин: глубины введения термометра в прямую кишку, времени года, суток, пищевого режима и т. д. Нормальной глубиной для введения термометра принято считать 3,5 см. (удобно надевать на определенной высоте термометра резиновое колечко). Установлено, что на глубине 3 см температура тела у морских свинок равна 37,6°, на глубине 4 см 38,3°, а при 7,5 см 39,4°. Для установления нормы рекомендуют предварительное измерение температуры у животных до постановки опыта. Измерение температуры тела у животного следует производить постоянно в одни и те же часы, одним термометром, вводя его на одну и ту же глубину.

   Термометр перед введением в прямую кишку дезинфицируется спиртом, вытирается досуха, а затем смазывается (вводимый его конец) вазелином.

    Морских свинок для измерения температуры помещают в горизонтальное положение на ладонь согнутой в локтевом сгибе левой руки, нажимая большим пальцем на паховую область. Пальцем другой руки производят поглаживание (несколько раз) по шерсти от шеи до симфиза. Спустя несколько секунд морская свинка остается лежать совершенно неподвижно. Термометр вводят в прямую кишку сначала почти вертикально, а затем параллельно линией оси тела животного. Замечают время и следят за столбиком ртути.

   Кроликов помещают на колени, охватывают левой рукой с упором головы животного в локтевой сгиб и той же рукой захватывают и поднимают хвост; правой рукой вводят термометр. Или же кролика завертывают в кусок какого-либо плотного материала («пеленают»), подтягивая конечности под живот.

Подготовка материала и инструментов для заражения

       Материалом для заражения лабораторных животных в повседневной практике диагностических лабораторий обычно служат эмульсии, приготовленные из различных органов и тканей присланного для исследования материала. Кроме того, материалом для заражения могут быть различные истечения, мокрота, кровь, отделения ран, язв и т. п., полученные от больных. Эмульсии из органов (тканей) обычно готовятся на физиологическом растворе, примерно в соотношении 1:10. Для этой цели берутся небольшие кусочки из наиболее пораженных участков и растираются с физиологическим раствором в стерильной ступке до получения равномерной взвеси. Последняя вводится непосредственно животным или же предварительно фильтруется в простерилизованную посуду через марлю (вату). При наличии трудно растираемого материала добавляют прокаленный песок, и после получения эмульсии фильтруют ее через марлю.

      Бактериальную культуру готовят для заражения согласно схеме опыта или инструкции по выделению определенного микроорганизма, что указано в схеме по диагностике диагностики инфекционной болезни. Кроме материала для заражения, следует подготовить белую вату, спирт, заготовить этикетки на клетки подопытных животных, а также заранее простерилизованные маленькие пакетики с ватой и т.д. На этикетках для клеток (банок) указывается фамилия ответственного за данный опыт сотрудника, дата, количество и вид животных, чем привиты, метод прививки и вводимая доза.

Подготовка шприцов к  заражению

      Для обеспечения безопасности при заражении животных разработаны специальные методические приёмы, включающие в себя:

• Подготовку шприцов для заражения,
• Наполнение шприцов заразным материалом,
• Заражение животных,
• Разборка шприцов после заражения,
• Обеззараживание.

Шприцы должны отвечать следующим  требованиям: поршень должен плотно входить в цилиндр, не выпадать из него, свободно двигаться в нём, не пропускать набранную для контроля воду за поршень, цилиндр не должен иметь трещин.

          При сборке шприца после проверки иглы на проходимость, определяют притёртость иглы к канюле цилиндра – шприц насухо вытирают стерильным ватным тампоном, наполняют через иглу водой из стерилизатора, воду под большим давлением выпускают и проверяют место насадки иглы – отсутствие капель в этом месте свидетельствует о правильной сборке шприца, плотной притёртости иглы к канюле и пригодности его к работе с инфекционным материалом. Наполнение шприца инфекционным материалом проводят над ёмкостью с дезраствором. При наполнении шприца следует избегать попадания в него пузырьков воздуха. Пузырьки воздуха из шприца с инфекционным материалом удалять категорически запрещается. Вводить животным материал с пузырьками воздуха не рекомендуется, т.к. это может повлечь за собой образование капель при извлечение иглы после заражения. В этом случае инфекционный материал следует выпустить в тампон, погружённый в дезраствор, шприц разобрать и поместить в ёмкость для кипячения. Для дальнейшего заражения использовать запасной шприц. Шприц с инфекционным материалом следует держать над ёмкостью с дезраствором горизонтально между указательным и средним пальцем снизу и большим пальцем сверху, не касаясь поршня.

          Разборка шприцов после заражения проводится над ёмкостью, предназначенной для кипячения последних. Для предотвращения разбрызгивания при разборке шприц должен быть опущен в ёмкость иглой вниз. Осторожно пинцетом последовательно снимается и опускается игла, поршень и цилиндр. Пинцет после разборки опускают в стакан со спиртом. При наличии в шприце остатков инфекционного материала его перед разборкой шприца выпускают в тампон, погружённый в дезраствор.

      Инструменты тотчас после окончания инъекции разбираются (шприцы) и вновь кипятятся 10 минут и больше (в зависимости от прививочного материала). Инструменты после кипячения вытирают досуха и хранят в коробках в шкафу. Иглы после кипячения необходимо тщательно продуть, затем вставить мандрен, т. е. нержавеющую латунную проволочку. Стальные иглы в целях предохранения их от ржавчины, можно хранить также в насыщенном на холоду и профильтрованном растворе буры или же в жидкости следующего состава: карболовая кислота (жидкая) 0,3 мл + сода двууглекислая 1,5 г + формалин  2 мл + дистиллированная вода 100 мл.

Фиксация лабораторных животных

   Фиксация животных при заражении лабораторных животных применяют различные, в зависимости от вида животных и метода введения материала, способы фиксации. Для этой цели предложено довольно большое количество всякого рода станков, досок-фиксаторов и т.п., но в обычной диагностической работе вполне можно обойтись без подобных приспособлений.

    Исключение составляет только заражение кроликов в мозг или под твердую мозговую оболочку, когда необходим фиксирующий столик.

      В обычных условиях фиксация животных производится следующим образом. Кроликов помещают на стол в левом боковом положении, головой вправо от оператора. В этот момент фиксируют кролика правой рукой за кожную складку на спине; левую же руку ладонью вверх подводят под жи­вот кролика, ближе к задним конечностям. Затем захватывают между ука­зательными средним пальцами левое бедро (возможно выше), а большой па­лец охватывает тело животного со стороны правого паха. Приподняв заднюю часть животного и, освобождая правую руку, подводят ее (ладонью вверх) под грудную клетку позади передних конечностей. Затем захватывают указательным и средним пальцами выше локтя левую ногу, а большим пальцем охватывают грудь в области правой подмышки так, чтобы правая нога была вынесена вперед. После этого кролика снимают со стола и вытягивают во всю длину.

    Для внутривенных инъекций удобнее всего завертывать («пеленать») кролика в кусок плотного материала, предварительно подогнув ему ноги под живот; голову кролика оставляют свободной. Животное при этих способах фиксации держит помощник.

    Для этой цели существуют также специальные закрытые ящики (боксы) с отверстием только для головы.

    Туловище кролика плотно зажимают между коленями или прижимают локтем левой руки, оставляя свободной для проведения необ­ходимых манипуляций голову животного, повернутую вправо.

  Фиксация головы кролика. Для этого удобно пользоваться боксом (рис.8), имеющим вид ящика с верхней выдвижной крышкой. Передняя стенка ящика состоит из двух частей: укрепленной неподвижно нижней, и выдвигающейся верхней. Посередине передней стенки имеется круглое отверстие диаметром 5 см, состоящее из двух половин: одна половина вырезана на нижней, другая—на верхней выдвигающейся части передней стенки. Через это отверстие выводят наружу и фиксируют голову кролика. В задней части ящика с внутренней стороны на обеих боковых стенках набито по нескольку вертикальных планок, между которыми находятся пазы. Вставляя вертикально фанерную дощечку в тот или иной паз, можно увеличивать или уменьшать длину бокса.

     Длина бокса 40 см, ширина 15 см, высота 15,5 см (высо­та нижней передней стенки 9 см, верхней—6,5 см). Фиксация кролика в боксе описанной конструкции осуществляется следующим образом. Выдвигают верхнюю крышку бокса и вынимают верхнюю половину передней стенки. В ящик сажают кролика так, чтобы шея его проходила через выемку нижней половины передней стенки, после чего голову живот­ного фиксируют, опуская на нее верхнюю половину передней стенки. В один из пазов вдвигают фанерную дощечку; ограничивая тем самым возможность движений кролика в ящике, а затем закрывают верхнюю крышку, которая фикси­рует подвижную часть передней стенки.

      Фиксация кролика и других лабораторных животных (морские свинки, крысы) в лежачем положении на спине или животе. Для фиксации кроликов и других животных (морские свинки, крысы) в лежачем положении на спине или животе пользуются специальными станками. Наиболее просто устроенный станок представляет собой обычную доску на низких ножках, по размерам соответствующую тому или другому виду животного. На ребрах боковых сторон доски имеется по 2 крючка или петли. У одного из узких краев находится приспособление для фиксации головы животного головодержатель. Он представляет собой надеваемое на голову животного кольцо, соединенное со штативом. При помощи винтов высоту кольца на стойке штатива можно регулировать.

    Животное кладут в удобном для опыта положении, спи­ной или животом кверху. Все 4 лапы продевают в петли, сделанные из бинта, которые затем плотно затягивают. Свободные концы тесемок из бинта (в первую очередь от передних лап и во вторую—от задних) привязывают к крючкам или петлям доски. Фиксацию животного к станку производят с помощником.